viernes, 8 de junio de 2012

10.2 Técnicas De Hibridación


The Southern blot es un método para sondear la presencia de una secuencia específica de ADN en una muestra de ADN. Muestras de ADN antes o después de la digestión de la enzima de restricción se separan por electroforesis en gel y luego transferidas a una membrana por Blot a través de la acción capilar. La membrana entonces está expuesta a una sonda de ADN etiquetada que tiene una secuencia base de complemento a la secuencia de ADN de interés. Protocolos más originales utilizan etiquetas radiactivas, ahora existen alternativas sin embargo no radiactivas. Southern Blot es menos utilizada en Ciencias de laboratorio debido a la capacidad de otras técnicas, tales como PCR, para detectar secuencias específicas de ADN de muestras de ADN. Estas manchas se siguen utilizando para algunas aplicaciones, sin embargo, como el número de copia de transgen en ratones transgénicos, o en la ingeniería de líneas de células madre embrionarias de gene knockout de medición.


Western Blot
Anticuerpos contra la mayoría de las proteínas se puede crear inyectando pequeñas cantidades de la proteína en un animal como un ratón, conejos, ovejas o burro (anticuerpos policlonales) o producido en cultivos celulares (anticuerpos monoclonales). Estos anticuerpos pueden utilizarse para una variedad de técnicas analíticas y preparativas.
En western Blot, proteínas en primer lugar se separan por tamaño en un gel fino entre dos placas de vidrio en una técnica conocida como SDS-PAGE (electroforesis en gel de poliacrilamida sodio Dodecil sulfato). Las proteínas en el gel luego son transferidas a un PVDF, nitrocelulosa, nylon o otra membrana de soporte. Esta membrana, a continuación, puede ser sondeada con soluciones de anticuerpos. Los anticuerpos que se unen específicamente a la proteína de interés, a continuación, pueden visualizarse por una variedad de técnicas, incluyendo productos coloreados, quimioluminiscencia o autorradiografía.


Northern Blot
The northern blot se utiliza para estudiar los patrones de expresión de un tipo específico de la molécula de ARN como comparación relativa entre un conjunto de diferentes muestras de ARN. Es esencialmente una combinación de desnaturalización electroforesis en gel RNA y una mancha. En este proceso de ARN está separado basado en tamaño y es transferido a una membrana que luego es sondeada con un etiquetado como complemento de una secuencia de interés. Los resultados pueden visualizarse a través de una variedad de formas dependiendo de la etiqueta utilizada; Sin embargo, la mayoría como resultado la revelación de bandas que representa el tamaño del ARN detectado en la muestra. La intensidad de estas bandas está relacionada con la cantidad del objetivo del RNA en las muestras analizadas. El procedimiento es utilizado comúnmente para estudiar cuándo y cuánto expresión génica ocurre midiendo cuánto de ese ARN está presente en diferentes muestras. Es una de las herramientas más básicas para determinar en qué momento y bajo qué condiciones, algunos genes se expresan en tejidos vivos.



10.1 Métodos de purificación


Todos los tipos de macromoléculas biológicas tienen una característica en común que va a permitir el desarrollo de un método de separación especifico para ellas. Estos métodos deben ser completamente biocompatibles para que puedan ser posteriormente útiles al investigador y, al mismo tiempo, lo suficientemente potentes para permitir el aislamiento de la molécula deseada de entre un mezcla compleja de multicomponentes que hacen las veces de “contaminantes” de nuestra molécula en cuestión. En este sentido, la cromatografía en columna ha demostrado ser una herramienta muy útil ya que se dispone de varios mecanismos de separación. La modificación de las diferentes fases estacionarias ya existentes, así como el desarrollo de nuevas es la base principal para la obtención de las condiciones necesarias para la rápida y eficiente separación de biomoléculas.

Cromatografía de penetrabilidad. El componente básico es una columna empaquetada con una matriz en gel especial, que son partículas de un polímero orgánico de estructura tridimensional, que originan una red de poros hidrofílicos equilibrados con un tampón acuoso. La técnica consiste en que las moléculas de gran tamaño no penetran por los poros del polímero, por lo que migran mucho más rápidamente que las de menor tamaño que sí son capaces de penetrar por los poros de la matriz.









Cromatografía de intercambio iónico. Es el método más utilizado para la separación de ácidos nucleico. El mecanismo básico es el intercambio reversible de los iones en solución con los grupos funcionales unidos covalentemente a una fase estacionaria insoluble llamada resina. Por ejemplo, un ácido nucleico con carga negativa a pH 7,0 se unirá a un intercambiador iónico con grupos cargados positivamente, pero eluirá de la columna al cambiar al pH del tampón (tampón de elución) ya que los iones del tampón de elución interaccionan con los grupos cargados del ácido nucleico o del intercambiador iónico, respectivamente; primero eluirán de la columna las moléculas cargadas positivamente que no se unen a la fase estacionaria y posteriormente, al añadir el tampón de elución, eluirán las moléculas con poca carga negativa neta y luego las de mayor carga negativa neta.


Unidad 10


SEP                      SNEST                      DGEST









INSTITUTO TECNOLÓGICO DE CIUDAD ALTAMIRANO

 


UNIDAD 10 TÉCNICAS DE LA BIOLOGÍA MOLECULAR



Nombre del Alumno: Gonzalez Aguirre Carlos Alberto

Número de Control: 09930040

Carrera: Lic. Biología

Ciudad Altamirano, Gro. México.  JUNIO del 2012


Introducción.

En principio se denomina así a todas las técnicas de laboratorio que se usan para aislar ADN o extraerlo en alta pureza, visualizarlo para ver su estado, cortarlo y pegarlo (nacimiento de la Ingeniería genética), amplificar una región en una enorme cantidad de moléculas (clonación de fragmentos en bacterias u otros vectores como virus y PCR), corte de una determinada región con enzimas de restricción para ver si por una mutación se gana o se pierde un sitio de restricción (análisis de mutaciones por RFLP o Restriction fragment lengt polymorphism), que siginifica: diferencias en los tamaños de los fragmentos de restricción debido a polimorfismos en el ADN entre otras.
Todas estas técnicas tiene diversas aplicaciones generalmente en el diagnóstico de enfermedades hereditarias, búsqueda de alelos más o menos frecuentes asociados a una característica que nos interesa seleccionar, diagnóstico de contaminación bacteriana en alimentos (detección de Escherichi coli 0257, cepas difrenctes de Salmonellas, Mycobacterium sp) diagnóstico viral o de infección viral (HIV, Hpatitis C, PIF, otros), selección de marcadores moleculares para asistir en el mejoramiento genético de una especie, test de paternidad, diganóstico de identidad forense, etc.


Objetivo

Conocer y aplicar las bases moleculares del ADN para su manipulación y en el mejoramiento genético de especies de interés alimenticio, médico y ecológico.

Tarea...! Unidad 9


LAS BACTERIAS DE DIFERENTES ESPECIES PUEDEN COMPARTIR PLÁSMIDOS


Las bacterias de diferentes especies SI pueden compartir plásmidos, por los estudios realizados por científicos de Suecia.

Científicos de Suecia han descubierto que la parte de ácido desoxirribonucleico (ADN) bacteriano que normalmente porta la resistencia a antibióticos posee la capacidad de transmitirse entre distintos tipos de bacteria y adaptarse a especies bacterianas muy distintas. Los descubrimientos, presentados en la revista Nature Communications, arrojan luz sobre cómo los plásmidos IncP-1 pueden aumentar la posibilidad de que se produzca una propagación de genes.

Los avances médicos proporcionan más y mejores tratamientos para aquellos que los necesitan, pero cada vez más bacterias presentan resistencia a los antibióticos más comunes.
Nuestros resultados muestran que los plásmidos del grupo IncP-1 han existido y se han adaptado a bacterias muy distintas, explica Peter Norberg del Instituto de Biomedicina de la Universidad de Gotemburgo, autor principal del estudio. También se han recombinado, lo que implica que un único plásmido puede considerarse como un intrincado rompecabezas de genes, de tal modo que cada uno se ha adaptado a distintas especies de bacterias.



Cita Bibliografica:

http://cordis.europa.eu/fetch?CALLER=ES_NEWS&ACTION=D&SESSION=&RCN=33376

martes, 5 de junio de 2012

Conclusion unidad 9


Concluimos en esta unidad 9 que, la transducción, que es un proceso por el cual las bacterias transfieren DNA a otro bacteria receptora, utilizando fagos.  La conjugación, es el proceso por el cual bacterias intercambian plásmidos F, a través de estructuras llamadas pilis. Y por ultimo la transformación es el mecanismo por el cual una bacteria puede tomar DNA del medio. Estos son los procesos por el cual las bacterias pueden recombinan sus genes y se vuelven más adaptables al medio.

Tarea..! unidad 8


Una dinámica de co-regulador complejo controla el promotor de BRCA1

Se han tratado células MCF-7 con 10 nM de estradiol durante 24 horas y se encontró un niño de seis a siete veces mayor en tanto madura y unspliced ​​ARN (incipiente) BRCA1 Por inmunoprecipitación de cromatina (CHIP), encontramos que el promotor de BRCA1muestra la precarga de un preparado de RNA polimerasa II (Pol II) y P300 histona acetiltransferasa (HAT) complejo sin la estimulación del estrógeno, lo cual es consistente con los promotores de muchos de los últimos estudios del genoma completo. Ni P300 o Pol II montaje ni activación asociada a la metilación de histonas (H3K4Me3) un aumento sustancial de sus niveles elevados de estrógenos después de la estimulación, aunque la unión por el factor de transcripción CREB aumentó más en particular Notablemente, en contraste con Pol II, p300 y H3K4Me3 histonas, tanto histona H4 y acetilación H3 sustancialmente aumentado Estas observaciones sugieren que un gran paso reglamentario después de la inducción de estrógenos en el promotor de BRCA1 incluye eventos relacionados a un aumento de promotor proximal acetilación de las histonas que se producen después de la contratación inicial de la P300 y la maquinaria de transcripción basal.









Literatura Citada:
http://books.google.com.mx/books?id=zg9DdX1X1IoC&pg=PA35&dq=control+genetico+del+gen+BRCA&hl=es&sa=X&ei=fVLNT4vREuqQ2AWV4OSPAg&ved=0CDgQ6AEwAA#v=onepage&q=control%20genetico%20del%20gen%20BRCA&f=false

lunes, 4 de junio de 2012

9.2.2 Químicos


Basados en la formación de complejos que las células sean capaces de adquirir e incorporar, bien sea directamente mediante la ruta endocítica o a las membranas.
Actualmente uno de los campos de estudio más importantes por lo que se refiere a les técnicas de transferencia de genes, son los estudios realizados con los llamados vectores sintéticos, con tal de evitar los problemas derivados de la utilización de virus para la transferencia de genes.
Los vectores sintéticos son de producción sencilla, altamente estables, y se pueden conseguir grandes construcciones.

Método del fosfato cálcico. Basado en la obtención de un precipitado entre el cloruro de calcio y el DNA en una solución salina de fosfatos. En esta situación co-precipitan formando unos agregados que son endocitados/fagocitados por las células. Aparentemente el agregado con calcio protege al DNA de la degradación por las nucleasas celulares. El tamaño y la calidad del precipitado es crítico para el éxito del proceso, que se ve afectado por factores tales como pequeños cambios en el pH de la solución, etc...  

Método del DEAE dextrano. Basado en la obtención de complejos entre la resina DEAE y el DNA. Los polímeros de DEAE dextrano o polybreno tienen una carga que les permite unirse a las muy negativamente cargadas moléculas de DNA. El DNA acomplejado se introduce en las células mediante choque osmótico mediante DMSO o glicerol. El uso de DEAE dextrano se limita a las transfecciones transientes.

Método DNA desnudo. El DNA desnudo (técnica en fase altamente experiemtal) es incapaz de entrar en una célula y aún consiguiendo entrar en ellas es rápidamente degradado. La línea de investigación busca incorporar esas secuencias de DNA a un transportador, que le encierra y le lleva hasta la célula Diana en dónde a través de interacciones de membrana se asocia con ella para entregar el material al interior.
  Los problemas que encontramos son que el DNA (rico en cargas -) por ser estructura polar  tiene muchas dificultades para cruzar la membrana plasmática. Además el DNA codificante para  1 gen es aproximadamente de 10 kb, esto representa la longitud aproximada de una célula, en el caso de encontrar el DNA sin ningun tipo de compactatción.

Método Péptidos fusiogénicos Los  péptidos fusiogénicos surgen en una linea de trabajo que nos permita paliar aquellas características del DNA desnudo que nos impiden la entrada.

9.2 Mecanismos De Transferencia Artificial


9.2.1 Físicos
Los métodos físicos utilizan técnicas como la microinyección con una fina aguja de cristal y la electroporación.


La microinyección resulta ser una técnica muy potente y eficaz, ya que 1 de cada 5 células consigue incorporar el DNA foráneo de forma permanente. El problema de esta técnica es que exclusivamente se puede inyectar una célula cada vez, y por tanto no es el más recomendable para una terapia médica debido a que es demasiado laboriosa como para obtener un número de células indicadas para que el tratamiento tenga éxito.
Es una técnica muy efectiva aunque laboriosa. Es el método que se emplea en la introducción del DNA recombinante en las células embrionarias en el proceso de obtención de animales transgénicos.


La electroporación es una técnica que crea o que dota a la membrana de cierta permeabilidad al DNA durante unos pocos segundos debido a una descarga eléctrica. Si la célula o grupo de células sometidas, a dicho choque eléctrico están sumergidas en un medio rico en plásmidos, alguno de ellos puede penetrar en una célula. El problema que suscita este método es que los choques eléctricos no pueden producir los efectos deseados en algunas células y dañarlas o matarlas debido a esta causa.

Una vez introducida la molécula de DNA recombinante en el interior de las células producirá su efecto permitiendo, por ejemplo :

  • Seleccionar células que hayan incorporado el DNA. Este sería el caso del aislamiento de clones celulares que presentaran expresión de un determinado producto. Es posible por la incorporación en el propio vector de marcadores de selección, típicamente la resistencia de G418.

  • A las pocas horas o dias detectar la presencia de la proteína codificada por el plásmido.

9.1 Mecanismos De Transferencia Natural


9.1.1 Transformación.

En determinadas condiciones fragmentos de ADN exógeno o ADN transformante (tamaño superior a 3 x 105 dalton y longitud comprendida entre 5 x 106 y 15 x 106, que equivale a 200.000 pares de bases) con estructura helicoidal intacta pueden unirse a células bacterianas competentes y entrar en su interior. La entrada de estos segmentos necesita de la presencia de iones de k+, Mg++ y Ca++. El ADN entra en el espacio periplasmático, entre la pared celular y la membrana plasmática, allí una endonucleasas corta las dobles hélices en fragmentos de menor tamaño, posteriormente se degrada una de las dos hélices, de manera que lo que entra en el citiplasma es ADN de una hélice (monocatenario). Estos fragmentos de ADN monocatenario o ADN transformante pueden sustituir a fragmentos de ADN homólogo del cromosoma principal bacteriano mediante un mecanismo especial de recombinación. La recombinación genética tiene lugar entre el ADN transformante y el ADN de la bacteria receptora y se detecta por la aparición de bacterias descendientes transformadas para algún carácter. La existencia de este mecanismo permite construir Mapas genéticos de transformación.


9.1.2 Conjugación.

una bacteria donadora F+ transmite a través de un puente o pili, un fragmento de ADN, a otra bacteria receptora F-. La bacteria que se llama F+ posee un plásmido, además del cromosoma bacteriano.
En la conjugación, el intercambio de material genético necesita de un contacto entre la bacteria dadora y la bacteria receptora. La cualidad de dador está unida a un factor de fertilidad (F) que puede ser perdido. La transferencia cromosómica se realiza generalmente con baja frecuencia. No obstante, en las poblaciones F+, existen mutantes capaces de transferir los genes cromosómicos a muy alta frecuencia.

La duración del contacto entre bacteria dadora y bacteria receptora condiciona la importancia del fragmento cromosómico transmitido. El estudio de la conjugación ha permitido establecer los mapas cromosómicos de ciertas bacterias. Ciertamente, la conjugación juega un papel en la aparición en las bacterias de resistencia a los antibióticos.



Para que la recombinación dé algún cromosoma viable (que podrá ser circular), debe producirse un número par de entrecruzamientos, puesto que si no, no obtendremos ningún producto viable, sino un cromosoma largo lineal y extraño, parcialmente diploide. Si se da este número par de entrecruzamientos, obtendremos dos productos, uno que se perderá durante el crecimiento celular y otro que será viable.
Podemos encontrar procesos relacionados con la conjugación, tales como la sexducción, en el que se usan elementos F´ para crear diploides parciales. El F´ es un caso de factor F modificado, encontrándose en algunas cepas Hfr. Podemos obtener estirpes F´ con fragmentos muy grandes del cromosoma bacteriano. Los factores F´ son más fáciles de recombinar porque poseen más puntos para recombinar.




9.1.3 Transducción.

Se puede definir la Transduccion como la trasferencia de ADN de célula donadora a otra receptora mediatizado por partículas de bacteriófagos que contienen ADN genómico de la primera. En la transducción podemos distinguir dos estapas diferenciadas:
1.      Formación de la partícula fágica transductora: un trozo de material genético de la célula donadora se introduce en el interior de la cabeza de la cápsida de un fago. Las partículas transductoras son en cierta manera “subproductos” anómalos del ciclo normal del fago.
2.      La partícula transductora inyecta de forma habitual el ADN que porta a la célula receptora, donde este ADN puede eventualmente recombinarse y expresar su información.
La transducción descubierta por Lederberg y Zinder se llama transducción generalizada.
Mediante ella se puede transferir cualquier marcador del genóforo del donador, con aproximadamente la misma frecuencia relativa (de ahí el calificativo de generalizada).
La transducción generalizada se produce sólo como consecuencia de infecciones líticas.
El ADN del genomio de la bacteria donadora que es introducido en la partícula transductora suele ir sin acompañamiento de ADN del propio fago. Por ello, a esta peculiar partícula consistente en cápsida del fago que encierra sólo ADN genofórico de la bacteria se la denomina pseudovirión.






9.1.5 Transfección.

Las técnicas de transfección celular, que se han desarrollado fundamentalmente para permitir la introducción de ácidos nucleicos en el interior de las células, han permitido en gran medida ampliar los conocimientos acerca de la regulación génica y de la función de las proteínas en los sistemas celulares. Actualmente se emplean en gran número de aproximaciones experimentales, en la generación de animales transgénicos, en la selección de líneas celulares modificadas, etc...


Las técnicas de transfección actuales se pueden clasificar en los llamados métodos físicos (se basan en el uso de sistemas mecánicos, no biológicos, para lograr la inserción de material genético en las células) y los métodos químicos.

Las diferencias entre métodos químicos y físicos se encuentran a nivel metodológico, no a nivel de resultados, ya que el conjunto de métodos físicos no se basa en ningún sistema biológico, sino que pretende una inserción a “la fuerza”, de ese material genético. También hay que decir que este conjunto de técnicas sólo es funcional in vitro, ya que es necesaria la exposición de las células a medios extremos.



SEP                      SNEST                      DGEST





INSTITUTO TECNOLÓGICO DE CIUDAD ALTAMIRANO




UNIDAD 9 TRANSFERENCIA DEL MATERIAL GENÉTICO.



Nombre del Alumno: Gonzalez Aguirre Carlos Alberto

Número de Control: 09930040

Carrera: Lic. Biología

Ciudad Altamirano, Gro. México.  Mayo del 2012



Introducción.
Griffith trabajó sobre la transferencia de virulencia en la bacteria patógena Streptococcus pneumoniae en 1928. Este demostró con sus experimentos que el DNA era necesario para adquirir la virulencia. Su experimento consistió en calentar bacterias virulentas (que ocasionan la enfermedad) que luego eran inyectadas en ratones. Los ratones no experimentaban enfermedad alguna y no era posible recuperar las cepas de bacterias inyectadas. Cuando inyectó una combinación de bacterias virulentas muertas y bacterias vivas no virulentas, los ratones morían.  Le fue posible además recuperar bacterias virulentas vivas de los ratones muertos. Griffith denominó transformación a esta conversión de bacterias no virulentas a bacterias virulentas.

Objetivo.
Entender las bases moleculares del intercambio del material genético entre los diferentes seres vivos para su posterior aplicación.

Metodología
Para la realización de la unidad número  se tomarán referencias bibliográficas de;

1._ Lehninger. Bioquímica. Editorial: Omega. Año: 2003 2da Edición. Que se localizan en el centro de información del Tecnológico
2._ http://www.curtisbiologia.com/node/119
3._Curtis, Barnes, Schnek, Massarini. Curtis Biología. 7ª edición,  ed. Panamericana, impreso en México,  2007.

martes, 29 de mayo de 2012

Conclusion...!


En esta unidad8 vimos que el operon lactosa en eucariotas son varios puntos en los que se puede controlar la expresión génica que son: Control pretranscripcional, control transcripcional y control postranscripcional. Durante la unidad aprendimos algunos términos nuevos, tales como son el promotor que es  una secuencia reconocida específicamente por la RNA polimerasa para iniciar la transcripción de una unidad de transcripción, otro es el operador que es una secuencia del promotor que es reconocida por una proteína reguladora. Y aprendimos que un Operón es grupo de genes estructurales cuya expresión está regulada por los mismos elementos de control promotor y operador y genes reguladores. El otro operón que vimos fue el del  Triptofano que es un sistema de tipo represible, ya que el aminoácido triptófano que es correpresor, este impide la expresión de los genes necesarios para su propia síntesis cuando hay niveles elevados de triptófano, y cuando hay ausencia de triptofano es cuando existe transcripción.sobre la regulación de la transcripción en organismos eucarióticos vimos que existen varias señales que modifican dicha transcripción, que son señales hormonales y señales nutricionales.

8.2.1 Operon De Lactosa.


Un Operón es grupo de genes estructurales cuya expresión está regulada por los mismos elementos de control (promotor y operador) y genes reguladores.
Los principales elementos que constituyen un operón son los siguientes:
·         Los genes estructurales: llevan información para polipéptidos. Se trata de los genes cuya expresión está regulada. Los operones bacterianos suelen contener varios genes estructurales, son poligénicos o policistrónicos. Hay algunos operones bacterianos que tienen un solo gene estructural. Los operones eucarióticos suelen contener un sólo gen estructural siendo monocistrónicos.
·         El promotor (P): se trata de un elemento de control que es una región del ADN con una secuencia que es reconocida por la ARN polimerasa para comenzar la transcripción. Se encuentra inmediatamente antes de los genes estructurales. Abreviadamente se le designa por la letra P.
·         El operador (O): se trata de otro elemento de control que es una región del ADN con una secuencia que es reconocida por la proteína reguladora. El operador se sitúa entre la región promotora y los genes estructurales. Abreviadamente se le designa por la letra O.
·         El gen regulador (i): secuencia de ADN que codifica para la proteína reguladora que reconoce la secuencia de la región del operador. El gen regulador está cerca de los genes estructurales del operón pero no está inmediatamente al lado. Abreviadamente se le denomina gen i.
·         Proteína reguladora: proteína codificada por el gen regulador. Está proteína se une a la región del operador.
·         Inductor: sustrato o compuesto cuya presencia induce la expresión de los genes.




8.2.2 Operon Lactosa (Negativo)


El Operón lactosa, que abreviadamente se denomina Operón lac, es un sistema inducible que está bajo control negativo, de manera que la proteína reguladora, producto del gen regulador i, es un represor que impide la expresión de los genes estructurales en ausencia del inductor. El inductor del sistema es la lactosa. Como veremos más adelante, eloperón lac también está bajo control positivo, ya que existe otra proteína que estimula la transcripción de los genes estructurales.
Los genes estructurales del operón lactosa son los siguientes:
·         El gen z+: codifica para la b-galactosidasa que cataliza la hidrolisis de la lactosa en glucosa más galactosa.
·         El gen y+: codifica para la galactósido permeasa que transporta b-galactósidos al interior de la célula bacteriana.
·         El gen a+: codifica para la tiogalactósido transacetilasa que cataliza la transferencia del grupo acetil del acetil Coenzima A al 6-OH de un aceptor tiogalatósido. Este gen no está relacionado con el metabolismo de la lactosa.
El verdadero inductor del sistema es la Alolactosa y no la lactosa de manera que la β-galactosidasa transforma la lactosa en Alolactosa. En los estudios del operón lactosa se utiliza como inductor un análogo sintético de la lactosa que es el Isopropil tiogalactósido (IPTG). El IPTG no necesita ser transportado por la galactósido permeasa para entrar en la bacteria.
Las cepas normales de E. coli son inducibles, de manera que en ausencia del inductor (la lactosa), la proteína represora producto del gen i se encuentra unida a la región operadora e impide la unión de la ARN-polimerasa a la región promotora y, como consecuencia, no se transcriben los genes estructurales.





Operon lactosa sin lactosa.

Sin embargo, en presencia del inductor (la lactosa), este se une a la proteína reguladora que cambia su conformación y se suelta de la región operadora dejando acceso libre a la ARN-polimerasa para que se una a la región promotora y se transcriban los genes estructurales. Por consiguiente, la presencia del inductor hace que se expresen los genes estructurales del operón, necesarios para metabolizar la lactosa.







Literatura Citada.

http://www.ucm.es/info/genetica/grupod/Operon/Operon.htm

8.2 Regulación De La Transcripción En Organismos Procarióticos.


Unidad de Transcripción: Los genes/cistrones/ORF que se transcriben bajo en control de un mismo promotor

Promotor: Secuencia reconocida específicamente por la RNA polimerasa para iniciar la transcripción de una unidad de transcripción

Cistrón            : Cada una de las partes de un transcrito que darán una biomolécula funcional (proteína o RNA).

Terminador: Conjunto de secuencias que marcan el fin de la transcripción de una unidad de transcripción.

Operón: La unidad de transcripción (promotor, cistrones y terminador) junto con las secuencias/genes adicinales que sirven para regularlo

Polaridad: Es el efecto de una mutación en un gen sobre la expresión de otros cistrones distales dentro del mismo operón

Proteína Reguladora: Aquella que controlará la expresión de un operón. Pueden ser activadoras o represoras

Operador: Secuencia del promotor que es reconocida por una proteína reguladora.

Efector            : Biomolécula no proteica que controla la activación o inactivación de la proteína reguladora. Las hay inhibidoras y corepresoras.

Regulón: Conjunto de genes/operones que responden al unísono por la acción de un regulador


Cambios en la estructura del DNA

Metilación.
La metilación provoca un cambio de estructura en el apareamiento entre las bases nitrogenadas que puede alterar su reconocimiento por algunas proteínas. El más conocido es el de la metilasa dam que reconoce la secuencia GATC y metila la A.
La mayor parte de los genes cuya exprexión se ve reprimida por la metilación son genes cuya expresión sólo se necesita durante la replicación (único momento en el que una cadena del DNA está transitoriamente hemimetilado), permaneciendo reprimidos el resto del ciclo celular.

Superenrollamiento.
Para mantener una situación homeostática en la célula en relación al número de superenrollamientos es necesario mantener con una regulación contraria los genes “topa” que codifica la topoisomerasa I y “gyrA” y “gyrB” que determinan las dos subunidades de la DNA-topoisomerasa II. No se conoce el mecanismo molecular que controla esta regulación. Sí se sabe que mutantes en las topoisomerasas disminuyen la tasa general de transcripción.

Cambios en la interacción entre el DNA y la RNA-polimerasa.
Lo provocan aquellos cambios que, sin alterar ni la estructura del DNA ni la de la RNA-polimerasa, sí que afectan la interacción entre ambas. Es necesaria la comparecencia de una tercera molécula, habitualmente una proteína aunque a veces puede ser RNA.



Cita Bibliografica.
Bibliografía:
http://biomoleculi.galeon.com/tres.htm

8.1 Niveles De Regulación De La Expresión Genética.


La estrategia procariota pretende alcanzar las máximas tasas de proliferación cuando el entorno se lo permita.

En cambio, la estrategia eucariota ha de ser distinta puesto que en los organismos pluricelulares donde el medio intercelular es relativamente constante, el control génico está al servicio de la especialización celular.

Así, se encuentran genes que no responden a cambios fisiológicos y otros que sufren un fuerte control como consecuencia del desarrollo, de la organización de células en tejidos, y de los tejidos en organismos completos.

La genómica indica:
El número de genes no varía mucho entre las especies: los vertebrados tienen como mucho el doble de genes que los invertebrados;
El número de genes no sirve para explicar la diversidad evolutiva por mutación o duplicación génica;
La variabilidad de los genes se debe a la duplicación de genes en vez de la creación de genes nuevos.
La complejidad evolutiva se correlaciona con el aumento de genes reguladores: en las levaduras hay un gen regulador por cada 20 funcionales, pero en humanos hay más de 3 000 reguladores para unos 30 000 genes
Es por esto que la complejidad de los organismos emerge de una regulación de la expresión génica cada vez más elaborada y no de cambios o mutaciones en los genes estructurales o enzimáticos: la secuencia de las proteínas se conserva mucho a través de distintas especies, sin cambios importantes mientras que los cambios en el orden de los elementos del promotor o de sus elementos reguladores provocan alteraciones drásticas.

Cita Bibliografica.

Bibliografía:
http://med.unne.edu.ar/catedras/bioquimica/expresion.htm



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INSTITUTO TECNOLÓGICO DE CIUDAD ALTAMIRANO






UNIDAD 8 REGULACIÓN DE LA EXPRESIÓN GENÉTICA




  
Nombre del Alumno: González Aguirre Carlos A.

Número de Control: 09930040

Carrera: Lic. Biología








Ciudad Altamirano, Gro. México. 24 de Mayo del 2012



INTRODUCCION.

Los organismos multicelulares complejos están compuestos de diferentes tejidos cuyas características individuales dependen de las proteínas específicas expresadas por sus tipos celulares. La diferenciación,  el desarrollo y la funcionalidad  de los tejidos específicos dependen  del conjunto de proteínas selectivamente expresadas por cada célula. Estas proteínas expresadas en forma diferencial pueden  funcionar como componentes estructurales de las células, enzimas reguladoras del metabolismo, factores de transcripción,  receptores celulares, componentes intracelulares de señalización, etc. La expresión incorrecta de tales proteínas, su expresión en lugares equivocados, a destiempo, o la producción en cantidades anormales de proteínas específicas o de proteínas de función anómala subyace a toda patología celular de base genética.

Objetivo.
Integrar los Conocimientos anteriores con los mecanismos de regulación genética para entender a nivel molecular los procesos metabólicos.


Metodología
Para la realización de la unidad número 8 se tomarán referencias bibliográficas de;




miércoles, 23 de mayo de 2012

Tareaa...!

Es Posible Que La Maquinaria Eucarionte De Traducción Pueda Traducir El mRNA De Una Bacteria?

No lo creo.

Porque?

En el código genético de procariotas y eucariotas es idéntico, a excepción de que en hay un aminoácido en especificado en el codón de inicio en las eucariotas.

También podemos decir que el RNA en procariotas puede tener un periodo de longevidad muy corto (de minutos), mientras que en las procariotas, estas pueden tener un periodo de longevidad que puede durar varios días.

Podemos decir que se pueden diferenciar en los procesos de iniciación, ya que en las bacterias la subunidad menor se une, de forma directa, a la región que rodea el codón de iniciación mediante puentes de hidrogeno entre las secuencias consenso Shine-Delgarno en la región 5´. 

Conclusion...!


En esta unidad emos concluido que la síntesis de proteinas es un proceso mediante el cual el RNA se transforma en proteínas, y para ello, este proceso se da en los ribosomas. También hemos comprendido que existen diferencias entre los ribosomas de procariontes y eucariontes, ya que en las bacterias los ribosomas son de menor tamaño, y ademas estos organelos presentan un sitio E. Otro caso muy curioso es que en el momento de la elongación en la síntesis de proteínas, los ribosomas se mueven a través del ARN. Por ultimo también se  comprendió que en el código genético existen 64 tripletes, tres de ellos de parada y el resto de todos ellos son los que codifican los 20 aminoacidos, y por mencionar al triplete de AUG o metionina es el aminoácido de inicio en toda   traducción.

jueves, 17 de mayo de 2012

7.4.1 Modificacion De Proteinas Postraduccion..!


PLEGAMIENTO.

Todavía no se sabe con certeza cómo la información de una secuencia primaria de aminoácidos guía su estructura tridimensional. El plegamiento comienza en cuanto se sintetizan más de 30 aa —son los que el ribosoma protege—. Por ejemplo, la ß-galactosidasa comienza a formar los tetrámeros antes de terminar cada monómero.
La importancia del plegamiento se refleja en que algunas enfermedades tienen su base molecular en proteínas mal plegadas:
La enfermedad de Alzheimer se origina en la acumulación de la proteína ß-amiloide mal plegada.
La enfermedad de las vacas locas, scrapie en ovejas o enfermedad de Creutzfeld-Jacob se debe a la acumulación de la proteína priónica PrP plegada incorrectamente que además cataliza la conversión de las PrP bien plegada en una PrP mal plegada.

Principios del plegamiento

La secuencia de mecanismos que intervienen en el plegamiento de las proteínas ha sido descubierta gracias a experimentos clásicos de desnaturalización y renaturalización de proteínas pequeñas, la aplicación de métodos biofísicos de análisis, y la construcción de mutantes específicos. Las etapas iniciales del plegamiento son:
1.- La formación de las estructuras secundarias. Con ello se disminuye la entropía (ΔS), por lo que es necesario que la entalpía (ΔH) sea muy negativa para que la energía libre final (ΔG) sea negativa y permita que se formen.

2.- Eliminación de las interacciones de los residuos hidrófobos con el disolvente acuoso. De esta forma se establece la estructura terciaria.
El ejemplo mejor conocido es el de la proteína GroEL (Hsp60 bacteriana) de E. coli con la proteína acompañante GroES (Hsp10). El plegamiento se produce en el anillo toroidal superior.


GLUCOSILACION.
La glucosilación es la adición de uno o más glúcidos a una proteína lo que da lugar a las glucoproteínas, que son esenciales en los mecanismos de reconocimiento celular. La glucosilación puede implicar la adición de unas pocas moléculas glucídicas o de grandes cadenas ramificadas de oligosacáridos. Existe un centenar de glucosiltransferasasdistintas, las enzimas encargadas de realizar este proceso. El mecanismo es básicamente el mismo en todos los casos; un azúcar es transferido desde un sustrato dador activado hasta un aceptor apropiado.

7.4 Etapas De La Sintesis De Proteinas En Organismos Eucarioticos...!

El mecanismo de eucariotas es básicamente el mismo que el mecanismo de procariotas, solo con la mayor parte de las diferencias acumuladas en la iniciación.

INICIACIÓN.

En eucariontes, la iniciación comienza cuando la subunidad ribosómica pequeña reconoce primero el extremo 5´ del mensaje que precede al casquete de metilguanosina, y luego se desplaza a lo largo del RNAm hasta alcanzar una secuencia de nucleótidos (típicamente 5´-CCACCAUG-3´) que contiene el tripleto AUG en un contexto en el cual se le puede reconocer como codón inicial (Karp, 1998; Curtis y Barnes, 2001).
A continuación, el primer ARNt iniciador se coloca en su lugar y se aparea con el codón iniciador del ARNm. Este codón iniciador que habitualmente es (5´)-AUG-(3´), se aparea en forma antiparalela con el anticodón del ARNt (3´)-UAG-(5´). El ARNt iniciador entrante, que se une al codón AUG, lleva una forma modificada del aminoácido metionina, N-formilmetionina o fMet. Esta fMet será el primer aminoácido de la cadena polipeptídica recién sintetizada que es rápidamente removido.
El ARNt iniciador está ubicado en el sitio P de la subunidad mayor, uno de los dos sitios de unión para las moléculas de ARNt. Luego, se liberan estos factores de iniciación y la subunidad ribosómica mayor se une a la subunidad menor. La energía para este paso la suministra la hidrólisis del trifosfato de guanosina.


ELONGACION.

Una vez que el ribosoma completo se ha ensamblado en el codón de inciación, comienza la etapa de elongación o alargamiento. Durante esta etapa, elsitio A de un ribosoma será ocupado transitoriamente por sucesivos aminoacil.ARNt.Los aminoacil-ARNt que ocupen el sitio A serán aquellos cuyo anticodón sea complementario al codón que queda expuesto en ese sitio. La entrada del aminoacil-ARNt al sitio A del ribosoma requiere su unión previa con una proteína llamada factor de elongación, que en su forma activa será unida al GTP. Al aparearse el ARNt con el ARNm, se dispara la hidrólisis del GTP por parte del factor de elongación que luego se disocia, permitiendo que el aminoacil-ARNt permanezca unido por un corto período al ARNm.
Cuando los sitios A como P están ocupados, una enzima, la peptidil transferasa, que es parte de la subunidad mayor del ribosoma, cataliza la formación de un enlace peptídico entre los dos aminoácidos, acoplando el primero (fMet) al segundo. El primer ARNt, entonces se libera. El ribosoma se mueve un codón a lo largo de la cadena de ARNm; en consecuencia, el segundo ARNt, al cual ahora se encuentran acoplados la fMet y segundo aminoácido, se transfiere de la posición A a la posición P. Un tercer aminoacil-ARNt se ubica en la ahora vacante posición A, apareado al tercer codón del ARnm, y se repite el paso. La posición P acepta al ARNt que carga con la cadena polipeptídica creciente; la posición A acepta al ARNt que porta el nuevo aminoácido que será añadido a la cadena.



TERMINACION.

Cuando el mensaje llega a un codón de terminación, ya no hay ningún ARNt que tenga su anticodón, de manera que ya no se agrega otro aminoácido a la cadena. Se libera el polipéptido formado, la proteína. Se separan las dos subunidades del ribosoma y el ARNm es liberado.





7.3 Etapas De La Sintesis De Proteinas En Organismos Procarioticos...!




INICIO (Traduccion)

La primera etapa comienza con la subunidad menor sola. El IF-1 se une a la base del sitio A para forzar que el primer fMet-tRNA entre en el sitio P.
El IF-3 se necesita para estabilizar la subunidad 30S, que sirve para depositar el aminoacil-tRNA Met-tRNA en este caso en el ribosoma.
Los 3 IF junto con el mRNA, el fMet-tRNA y la subunidad 30S forman el complejo de iniciación. El tRNA iniciador que reconoce primeramente el AUG en ocasiones GUG y raramente UUG, es especial ya que porta una formil-Met, presenta modificaciones postranscripcionales específicas, sólo puede usarse en iniciación, y es el único capaz de entrar en el sitio P, sin la subunidad mayor del ribosoma.


LA ELONGACIÓN
El crecimiento de la cadena polipeptídica en el ribosoma es un proceso cíclico ya que se repite tantas veces como aminoácidos se incorporen.
Cada ciclo consta de 4 pasos que son:

(Ubicación)
El tRNA aminoacilado se dirige al sitio A con el factor de elongación EF-Tu, que al igual que IF-2, lleva GTP. Cuando el aminoacil-tRNA se aloja en el sitio A, el GTP se hidroliza y se libera.

(Corrección)
Para dejar el aa-tRNA en su sitio, se tiene que hidrolizar el GTP. Esto es un proceso relativamente lento, que da tiempo a verificar el apareamiento codón-anticodón. Si el apareamiento codón-anticodón es incorrecto, el aminoacil-tRNA se rechaza y queda de nuevo libre el sitio A para aceptar el aminoacil-tRNA correcto.

(Transpeptidación)
La cadena polipeptídica enganchada al tRNA del sitio P se transfiere sobre el aminoácido transportado por el tRNA del sitio A. Esta transferencia la cataliza el sitio peptidil transferasa de la subunidad 50S. Concretamente, el rRNA 23S alojado en este sitio catalítico es quien realiza la función catalítica fundamental, actuando como ribozima.

(Translocación)
El tRNA descargado del sitio P se transfiere al E y el tRNA que tiene el péptido en el sitio A pasa al P. El desplazamiento hace que el ribosoma avance 3 nt por el mRNA.
Tras la translocación, la cooperación negativa entre E y A hace que no pueda entrar otro aa-tRNA nuevo en A hasta que el que hay en E no ha salido. En este momento se ha completado el ciclo, con la diferencia de que ahora la cadena polipeptídica ha crecido en un residuo y el ribosoma está desplazado 3 nt en el mRNA.


FINAL (Terminacion)
Determina la síntesis de la proteína cuando el sitio A del ribosoma es abordado por el codón de terminación del ARNm  (UUA, UGA o UAG, indistintamente). Ello deja al sitio A sin el esperado aminoacil-ARNtAA, aunque pronto es ocupado por un factor de terminación llamado eRF, que sabe reconocer a los tres codones de terminación.
 En síntesis la terminación de la cadena polipeptídica está señalada por el ARNm mediante un codón que no especifica la incorporación de ningún aminoácido . Ese codón de terminación puede ser UUA, UGA o UAG, y sobre él no se une ningún ARNt.



LITERATURA CITADA:

http://payala.mayo.uson.mx/QOnline/sintesisproteinas.html